Сравнительная характеристика клеточного состава пуповинной крови здоровых новорожденных и мобилизованной гранулоцитарным колониестимулирующим фактором периферической крови здоровых доноров

Клеточный состав пуповиной крови (ПК) является быстропроходящим следствием родового стресса и напоминает клеточный состав периферической крови взрослых, полученной в результате мобилизации гранулоцитарным колониестимулирующим фактором (Г-КСФ), реализующим свое биологическое действие с помощью ряда вторичных посредников, многие из которых являются также естественными эффекторами стрессового состояния. В исследовании продемонстрирована сравнительная характеристика клеточного состава, в том числе субпопуляций лимфоцитов, CD34⁺- и CD133⁺-клеток, колониеобразующей активности гемопоэтических клеток-предшественников, а также концентраций мобилизующих цитокинов (интерлейкин-8, матриксные металлопротеиназы 2 и 9) в ПК доношенных новорожденных и периферической крови после мобилизации при помощи Г-КСФ.

Соотношение концентрации мобилизующих цитокинов в сочетании с количеством CD34⁺-клеток в результате мобилизации и в ПК позволяет предположить, что хотя родовой стресс и позволяет объяснить многие тенденции в изменениях клеточного состава ПК в зависимости от ряда анте- и интранатальных факторов, но, вероятно, не является единственной причиной особенностей ПК.

1. Bailie K.E., Irvine A.E., Bridges J.M., McClure B.G. Granulocyte and granulocyte-macrophage colony-stimulating factors in cord and maternal serum at delivery. Pediatr Res 1994;35(2):164-8.

2. Райкина Е.В., Румянцев С.А. Механизм мобилизующего действия гранулоцитарного колониестимулирующего фактора на клетки крови у детей. Вопр практ педиат 2007;(3):23—9.

3. Райкина Е.В., Румянцев С.А. Экспрессия рецепторов к Г-КСФ и ИЛ; на клетках крови в динамике терапии Г-КСФ. Клет трансплантол ткан инженер 2007;(2):61—3.

4. Shimoda K., Okamura S., Harada N. et al. High-frequency granuloid colony-forming ability of G-CSF receptor possessing CD 34 antigen positive human umbilical cord blood hematopoietic progenitors. Exp Hematology 1992;23:226—8.

5. Shinjo K., Takeshita A., Ohnishi K. et al. Granulocyte colony-stimulating factor receptor at a various differentiation stages of normal and leukemic hematopoietic cells. Leuk Lymph 1997;25:37—46.

6. Райкина Е.В., Румянцев С.А. Концентрация ИЛ-8 и матрикс-металлопротеиназ в сыворотке крови в динамике терапии Г-КСФ. Клет трансплантол ткан инженер 2007;(2):43—5.

7. Chakrabarti S., Patel K.D. Regulation of matrix metalloproteinase-9 release from IL-8-stimulated human neutrophils. J Leuk Biol 2005;78:279—88.

8. Domanovic D., Wozniak G., Cernelc P. et al. Matrix metalloproteinase-9 and cell kinetics during the collection of peripheral blood stem cells by leukapheresis. Transfus Apheres Sci 2005;33:37—45.

9. Imamura R., Miyamoto T., Yoshimoto G. et al. Mobilization of human lymphoid progenitors after treatment with granulocyte colony-stimulating factor. J Immunol 2005;175:2647—54.

10. Jilma B., Hergovich N., Homoncik M. et al. Granulocyte colony-stimulating factor (G-CSF) downregulates its receptor (CD 114) on neutrophils and induces gelatinase B release in humans. Br J Haematol 2000;111:314—20.

11. Pruijt J.F., Fibbe W.E., Opdenakker G. et al. Prevention of interleukin-8-induced mobilization of hematopoietic progenitor cells in rhesus monkeys by inhibitory antibodies against the Metalloproteinase gelatinase B (MMP-9). Proc Natl Acad Sci USA 1999;96:10863—8.

12. Robinson S.N., Pisarev V.M., Chavez J.M. et al. Use of matrix metalloproteinase-9 (MMP-9) knockout mice demonstrates that MMP-9 activity is not absolutely required for G-CSF or FLT-3 ligand-induced hematopoietic progenitor cell mobilization or engraftment. Stem Cells 2003;21:417—27.

13. Robinson S.N., Seina S.M., Gohr J.C. et al. Hematopoietic progenitor cell mobilization by granulocyte colony-stimulating factor and erythropoietin in the absence of matrix metalloproteinase-9. Stem Cell Develop 2005;14:317—28.

14. Thomas D.B., Yoffey J.M. Human fetal haemopoiesis. I. The cellular composition of fetal blood. Br J Haematol 1962;8:290—5.

15. Watanabe T., Kawano Y., Kanamaru S. et al. Endogenous interleukin-8 (IL-8) surge in granulocyte colony-stimulating factor-induced peripheral blood stem cell mobilization. Blood 1999;93(4):1157—63.

16. Roberts A.W., Metcalf D. Noncycling state of peripheral blood progenitor cells mobilized by granulocyte colony-stimulating factor and other cytokines. Blood 1995;86:1600.

17. Philpott N.J., Prue R.L., Marsh J.C. et al. G-CSF-mobilized CD34 peripheral blood stem cells are significantly less apoptotic then unstimulated peripheral blood CD34 cells: role of G-CSF as survival factor. Br J Haematol 1997;97(1):146—52.

18. Maianski N.A., Mul F.P., van Buul J.D. et al. Granulocyte colony-stimulating factor inhibits the mitochondria-dependent activation of caspase-3 in neutrophils. Blood 2002;99(2):672—9.

19. Maianski N.A., Roos D., Kuijpers T.W. Bid truncation, bid/bax targeting to the mitochondria, and caspase activation associated with neutrophil apoptosis are inhibited by granulocyte colony-stimulating factor. J Immunol 2004;172(11):7024—30.